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Jul 25, 2023

Partículas adhesivas de criogel para unir defectos tisulares confinados e irregulares

Military Medical Research volumen 10, Número de artículo: 15 (2023) Cite este artículo 2044 Accesos 1 Detalles de Altmetric Metrics La reconstrucción de tejidos dañados requiere tanto hemostasia superficial como tejido

Investigación médica militar volumen 10, número de artículo: 15 (2023) Citar este artículo

2044 Accesos

1 altmétrica

Detalles de métricas

La reconstrucción de tejidos dañados requiere tanto hemostasia superficial como puentes tisulares. Los tejidos con daño resultante de un trauma físico o tratamientos quirúrgicos pueden tener topografías de superficie arbitrarias, lo que dificulta la formación de puentes entre tejidos.

Este estudio propone un adhesivo tisular en forma de partículas adhesivas de criogel (ACP) hechas de quitosano, ácido acrílico, 1-etil-3- (3-dimetilaminopropil) carbodiimida (EDC) y N-hidroxisuccinimida (NHS). El rendimiento de la adhesión se examinó mediante la prueba de pelado de 180 grados en una colección de tejidos que incluyen corazón, intestino, hígado, músculo y estómago porcino. La citotoxicidad de los ACP se evaluó mediante la proliferación celular de células hepáticas normales humanas (LO2) y células epiteliales intestinales humanas (Caco-2). El grado de inflamación y biodegradabilidad se examinaron en modelos de ratas dorsales subcutáneas. La capacidad de los ACP para salvar defectos tisulares irregulares se evaluó utilizando corazón, hígado y riñón porcino como modelos ex vivo. Además, se estableció un modelo de reparación de rotura hepática en ratas y de anastomosis intestinal en conejos para verificar la eficacia, biocompatibilidad y aplicabilidad en cirugía clínica.

Los ACP son aplicables a defectos tisulares confinados e irregulares, como surcos profundos en espiga en los órganos parenquimatosos y secciones anulares en los órganos cavernosos. Los ACP formaron una fuerte adhesión entre los tejidos [(670,9 ± 50,1) J/m2 para el corazón, (607,6 ± 30,0) J/m2 para el intestino, (473,7 ± 37,0) J/m2 para el hígado, (186,1 ± 13,3) J/ m2 para músculo y (579,3 ± 32,3) J/m2 para estómago]. Los ACP mostraron una considerable citocompatibilidad en el estudio in vitro, con un alto nivel de viabilidad celular durante 3 días [(98,8 ± 1,2) % para LO2 y (98,3 ± 1,6) % para Caco-2]. Tiene una reparación de la inflamación comparable en un hígado de rata roto (P = 0,58 en comparación con el cierre con sutura), lo mismo que la anastomosis intestinal en conejos (P = 0,40 en comparación con la anastomosis con sutura). Además, la anastomosis intestinal basada en ACP (menos de 30 s) fue notablemente más rápida que el proceso de sutura convencional (más de 10 min). Cuando los ACP se degradan después de la cirugía, los tejidos sanan a través de la interfaz de adhesión.

Los ACP son prometedores como adhesivos para operaciones clínicas y rescate en el campo de batalla, con la capacidad de salvar rápidamente defectos tisulares irregulares.

En la práctica terapéutica, los cirujanos suelen realizar suturas convencionales para reconstruir los tejidos lesionados, que se destruyen automáticamente en fragmentos con defectos confinados e irregulares. Por ejemplo, un traumatismo violento puede fracturar extremidades y órganos, lo que provoca heridas con surcos estrechos y profundos [1,2,3,4]. Los vasos sanguíneos y el tracto intestinal pueden cortarse durante la cirugía, lo que da como resultado secciones transversales anulares irregulares [5,6,7,8]. La reconstrucción de tejidos requiere hemostasia superficial y puentes entre tejidos separados. Sin embargo, unir tejidos confinados con superficies irregulares es un desafío. La sutura ha sido el método más frecuente para unir tejidos, pero el procedimiento puede llevar mucho tiempo para tejidos de forma irregular [9] y tiene una alta tasa de fugas en las interfaces o a través de los orificios [10, 11].

Los adhesivos son una forma prometedora de unir tejidos [12]. Se han utilizado varios adhesivos tisulares, incluidos cianoacrilato, fibrina, pegamentos de polietilenglicol, nanopartículas, adhesivos bioinspirados e hidrogeles. Sin embargo, se han destacado varios inconvenientes, como la falta de biocompatibilidad (p. ej., cianoacrilato [13,14,15]) y una adhesión débil a los tejidos (p. ej., fibrina [16,17,18], polietilenglicol [19, 20], nanopartículas [21] y adhesivos bioinspirados [22]). Por el contrario, los hidrogeles adhesivos tienen una excelente biocompatibilidad y exhiben una sólida adhesión a los tejidos, liberación controlada de fármacos y capacidades de tratamiento de heridas [23,24,25,26]. Sin embargo, los hidrogeles prefabricados tienen una aplicabilidad limitada para defectos tisulares confinados e irregulares [27, 28]. Aunque las cintas de hidrogel pueden adherirse a las superficies de los tejidos con adherencias ultrafuertes y tolerantes a fallas [29], no se pueden prevenir las fugas capilares internas ya que las cintas se aplican fuera de los defectos. En el caso de los precursores de hidrogel aplicados directamente a defectos tisulares arbitrarios, los hidrogeles resultantes siempre son débiles y el proceso de gelificación puede requerir estímulos externos (p. ej., exposición a los rayos ultravioleta [30], calentamiento [31, 32] y cambio de pH [27] ), que no son aplicables en las interfaces tejido-tejido. Aunque las pastas y los adhesivos tisulares basados ​​en partículas secas poseen ventajas al aplicarse a defectos tisulares confinados e irregulares [33,34,35,36,37,38], los agentes no degradables junto con esos hidrogeles quedarían retenidos en los tejidos como obstáculos para el intercambio de materiales. y curación de tejidos a través de las interfaces. Un informe reciente mostró un coacervado capaz de encajar en sitios objetivo irregulares [39], pero tomó mucho tiempo (aproximadamente 10 minutos) convertirse en un hidrogel y la falta de biodegradabilidad limita su aplicación entre la superficie tejido-tejido. En general, un adhesivo tisular ideal debe cumplir tres requisitos: 1) los adhesivos deben poder adherirse a las interfaces de defectos tisulares confinados e irregulares [6, 7]; 2) la adhesión interfacial debe formarse rápidamente y ser lo suficientemente fuerte como para soportar cargas mecánicas impuestas [40]; 3) los adhesivos reservados deben ser biocompatibles y biodegradables para que no impidan el intercambio de materiales y la curación de los tejidos [12].

Para salvar los defectos tisulares confinados e irregulares, diseñamos y sintetizamos las partículas de criogel adhesivo (ACP), que eran diferentes de los adhesivos anteriores en su preparación y aplicación. En preparación, los ACP se sintetizaron mediante el proceso de liofilización y molienda de un hidrogel. Los adhesivos resultantes tenían forma de partículas, distintos de la mayoría de los otros adhesivos como cinta, pegamento y precursores en morfología. Los ACP podrían obtenerse mediante una estrategia sintética rápida, suave y rentable, ya que las cadenas de ácido poliacrílico están unidas a las cadenas de quitosano a través de la 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil)carbodiimida (EDC)/N-hidroxisuccinimida ( NHS), en lugar de utilizar el costoso polímero biológico pretratado. En su aplicación, los ACP se diferencian de otros adhesivos por su capacidad de aplicarse no sólo a superficies de tejido sino también a interfaces tejido-tejido. Los ACP sirvieron como grapas que unen los tejidos punto por punto. Los ACP de tamaño micro se pueden aplicar fácilmente a superficies de tejido de forma irregular y formar adherencias. Las partículas se fabricaron para que fueran porosas, de modo que pudieran absorber rápidamente el agua residual de los tejidos, convirtiéndose en hidrogeles adhesivos sin estimulación. Los hidrogeles adhesivos contienen grupos funcionales que forman una adhesión fuerte e instantánea a las superficies de los tejidos. Por lo tanto, se utilizaron ACP para unir tejidos en 10 s con energías de adhesión interfacial comparables a la energía de fractura de los tejidos. También se validó la biocompatibilidad y biodegradabilidad en cultivo celular e implantación subcutánea dorsal. Este estudio demuestra que la aplicación de ACP en varios tejidos destruidos in vivo y ex vivo es factible. Los ACP con adaptación a superficies tisulares arbitrarias exhiben instantáneamente fuertes adherencias y tienen una excelente biocompatibilidad. Son prometedores como adhesivos para unir tejidos en numerosas cirugías clínicas.

Todos los estudios con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Zhejiang (#ZJU20220181) y el cuidado postoperatorio fue supervisado por el personal del Centro Experimental con Animales del Hospital Sir Run-Run Shaw de la Universidad de Zhejiang.

Para preparar el hidrogel adhesivo, se utilizaron ácido acrílico (AAc, Aladdin), quitosano (MW = 30.000, Macklin), ácido α-cetoglutárico (α-keto, Sigma-Aldrich), NHS (Macklin) y EDC (Yuanye Bio-Technology) fueron usados. Se usó solución salina para purificar el hidrogel mencionado anteriormente y eliminar la AAc sin reaccionar. Se usó nitrógeno líquido para liofilizar hidrogeles preparados que produjeron ACP. Durante la prueba de biodegradación in vitro se utilizó solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco (DPBS, sin calcio ni magnesio, Gibco), lisozima (Sigma-Aldrich) y pancreatina (Solarbio). En la prueba de pelado a 180 grados, se utilizaron acrilamida (AAm, Aladdin), N, N'-metilenbisacrilamida (MBAA, Sigma-Aldrich) y ácido α-cetoglutárico (α-keto, Sigma-Aldrich) para preparar un hidrogel resistente. . Además, la capa de soporte rígida aplicada para los pañuelos y el hidrogel resistente estaba hecha de películas de poli (metacrilato de metilo) (70 μm de espesor, Anyuan Tech) y pegamento instantáneo (PR100, 3 M).

Para preparar el adhesivo, se añadieron 0,02 g de quitosano, 0,01 g de EDC y 0,004 g de NHS a 5 ml de agua desionizada y luego se agitaron. Se añadió gota a gota 1 ml de AAc a la mezcla y el quitosano se disolvió completamente. Cuando el líquido de suspensión se transformó en una solución, se agregaron al precursor 100 µl de solución α-ceto (0,1 mol/l en agua desionizada) como iniciador. Después del desespumado ultrasónico, la solución preparada se transfirió a una jeringa y se usó como molde en condiciones anaeróbicas. Luego, la jeringa se expuso a radiación ultravioleta (UV) (365 nm, 500 mJ/cm2 de potencia) durante 60 minutos. El hidrogel se retiró de la jeringa y se sumergió en 250 ml de solución salina durante 72 h. Las soluciones salinas se actualizaron diariamente para eliminar el monómero acrílico residual (archivo adicional 1: Fig. S1a, b).

Para la preparación de ACP, el bloque de hidrogel adhesivo purificado se sumergió en nitrógeno líquido y se congeló por completo. Luego, el hidrogel congelado se trituró durante 30 s para obtener polvo de hidrogel congelado. El polvo se liofilizó durante 72 h. Los ACP se sellaron en una bolsa de papel de aluminio y se almacenaron en una caja seca con desecantes antes de su uso (archivo adicional 1: Fig. S1c, d).

A menos que se indique lo contrario, todos los tejidos y muestras de hidrogel se lavaron con PBS antes de sumergirlos en ACP y luego se presionaron durante 10 s (con una presión de 6,25 kPa aplicada por peso). Todas las muestras para ensayos mecánicos se cortaron en trozos de 2 cm de ancho y 8 cm de largo. El espesor de las muestras osciló entre 2 y 5 mm dependiendo de la morfología geométrica de los tejidos. Una prueba de pelado estándar de 180 grados (5465, Instron) midió la tenacidad interfacial a una velocidad de pelado constante de 100 mm/min. En la curva representativa de fuerza-desplazamiento, la fuerza aumentó y alcanzó una meseta que muestra que la muestra adherida se pela en un estado estable (archivo adicional 1: Fig. S2). La fuerza de meseta se calculó a partir del valor promedio en el proceso de pelado constante. La tenacidad interfacial es igual al doble de la fuerza de meseta dividida por el ancho de la muestra. Se unió una película de poli(metacrilato de metilo) a las muestras utilizando pegamento instantáneo como capa de soporte. El punto adquirido mediante la prueba de pelado de 180 grados se repitió de 3 a 5 veces, lo que se muestra como media y desviación estándar.

Para medir la degradabilidad de los ACP, los ACP se sumergieron en dos soluciones enzimáticas diferentes por separado. Para la prueba de degradación en la solución de pancreatina, se sumergieron ACP (~ 0,1 g) en 10 ml de una solución de tripsina disponible comercialmente. Para la prueba de degradación en solución de lisozima, se añadieron 500 µl de solución acuosa de lisozima a 1 mg/ml a 10 ml de DPBS. Luego se reemplazó la solución de pancreatina por lisozima. Todas las muestras se sellaron en viales de vidrio (20 ml) y se incubaron a 37 ℃ con agitación a 220 rpm. Cada 2 días, los ACP restantes se recuperaron de los medios. Primero, la muestra se centrifugó para eliminar los productos de degradación de los ACP y las sales de PBS. Luego los ACP se lavaron tres veces con agua desionizada. Finalmente la muestra fue liofilizada y pesada. Para determinar la degradación se utilizó la relación entre la masa de las ACP liofilizadas restantes y la de las ACP originales.

Las ACP y otros tejidos adheridos a las ACP se sondearon con un microscopio electrónico de barrido (GEMINI 300, ZEISS). En detalle, la muestra de tejido adherida a las ACP se cortó en pequeños trozos cuadrados (ancho lateral = 5 mm) y luego se sumergió en nitrógeno líquido para fijar la forma. Luego, se liofilizó la muestra criocongelada y se utilizó pulverización catódica con platino para mejorar la calidad de la imagen (archivo adicional 1: Fig. S3).

Se utilizó un FTIR de transmisión (iS50, Thermo Fisher) con el método de pellets KBr para caracterizar la composición de los ACP. Cada espectro se escaneó 8 veces con un rango de número de onda de 4000—400 cm-1 y una resolución de 4 cm-1. Los picos de absorción característicos se marcaron en el espectro FTIR (archivo adicional 1: Fig. S4).

Se utilizó HPLC analítica con columna C18 (HPLC; U3000, Thermo Fisher) para analizar el monómero acrílico residual de los ACP. El analito para HPLC se preparó como sigue. Primero, se incubaron 10 ml de hidrogel adhesivo en 500 ml de solución salina durante 3 días con agitación. La AAc sin reaccionar se difundió desde los hidrogeles adhesivos a la solución salina hasta que se alcanzó un equilibrio. Para evitar la saturación, las soluciones salinas se renovaron diariamente. Luego, el sobrenadante recogido se filtró con un filtro de jeringa estéril de 0,2 µm y se inyectó en el sistema de HPLC para su análisis. Para obtener la curva de calibración, se utilizó una serie de soluciones estándar de AAc con diferentes concentraciones, es decir, 20 ng/ml, 50 ng/ml, 200 ng/ml, 300 ng/ml y 500 ng/ml. En el procedimiento de HPLC, la fase móvil se compone de dos partes: A) solución acuosa de ácido fosfórico al 0,35% (95% en porcentaje en volumen) y B) acetonitrilo (5% en porcentaje en volumen). (Archivo adicional 1: Fig. S5) El caudal se fijó en 1 ml/min, el tiempo de elución fue de 10 min y la detección del eluyente se controló a 210 nm. La concentración del monómero acrílico residual en los ACP se calculó basándose en la curva de calibración de diferentes concentraciones de monómero de ácido acrílico.

Las pruebas de biocompatibilidad in vitro se realizaron utilizando un medio acondicionado con ACP para cultivo celular (archivo adicional 1: Fig. S6). Para preparar el medio acondicionado con ACP para pruebas de biocompatibilidad in vitro, se incubaron 1 mg de ACP en 1 ml de medio Eagle modificado por Dulbecco (DMEM) suplementado con 10% de suero fetal bovino, 1% de penicilina y 1% de estreptomicina a 37 ℃ durante 24h. Se utilizó DMEM prístino sin ACP como control. Se sembraron células LO2 o Caco-2 en placas de 96 pocillos a una densidad de 3.000 células/pocillo y se mantuvieron durante la noche en DMEM. Luego, las células preparadas se trataron con medios acondicionados con ACP o DMEM prístino. Después de incubar a 37 ℃ durante 24 h/48 h/72 h al 5% de CO2, la viabilidad celular se evaluó mediante el kit de ensayo de viabilidad LIVE/DEAD® para células de mamíferos (Thermo Fisher Scientific), que proporciona una viabilidad celular de fluorescencia de dos colores. Ensayo que se basa en la determinación simultánea de células vivas y muertas con dos sondas que miden parámetros reconocidos de viabilidad celular. El protocolo se demostró a continuación: 1) Descongelar los viales; 2) Transfiera Verde Vivo (Comp. A) a Rojo Muerto (Comp. B); 3) Mezcle para crear una solución de trabajo 2X; 4) Añadir un volumen igual de solución de trabajo 2X a las células en un plazo de 2 h; 5) Incubar durante 15 min a 20 ℃—25 ℃; 6) Células de imagen. Y se utilizó un microscopio confocal (LSM900, ZEISS) para obtener imágenes de células vivas (verde) y células muertas (rojo) en longitudes de onda de excitación/emisión de 495 nm/515 nm y 495 nm/635 nm, respectivamente. Se utilizó Cell Counting Kit-8 (Yeason, China) para medir la proliferación celular como se indica según las instrucciones del fabricante. Se utilizó un espectrofotómetro multiscan (Thermo Scientific) para medir la absorbancia a 450 nm.

Se utilizaron ratas hembra Sprague-Dawley (de 225 ga 250 g) para las pruebas de biocompatibilidad y biodegradabilidad. Todas las ratas (n = 30) fueron asignadas aleatoriamente al grupo de ACP (n = 15) y al grupo de gel de fibrina (Hanbang, China) (n = 15) para evaluar la biocompatibilidad y biodegradabilidad de los ACP. Subgrupos como: ACP D3 (n = 5), ACP W1 (n = 5), ACP W2 (n = 5), gel de fibrina D3 (n = 5), gel de fibrina W1 (n = 5) y gel de fibrina W2 ( norte = 5). Antes de la implantación, los ACP y el gel de fibrina se prepararon en un ambiente estéril. Para la implantación de ACP o gel de fibrina en el espacio subcutáneo dorsal, se anestesiaron ratas mediante administración intraperitoneal de ketamina (80 mg/kg). Se eliminó el pelo de la espalda de las ratas y se las colocó sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. Después de realizar una incisión en la piel de 1 cm en el centro de la espalda de la rata, se realizó una disección roma de 1/2 cm desde la incisión hacia la cabeza de la rata para crear un espacio para la implantación. Se implantaron por vía subcutánea 1 mg de ACP o 0,1 ml de gel de fibrina. Se colocaron hasta tres implantes por rata y se verificó que no hubiera superposición entre cada espacio. La incisión posterior se cerró con suturas separadas (4-0 Prolene, Ethicon). Todos los experimentos se realizaron en un ambiente estéril. El día 3, la semana 1 y la semana 2 después de la implantación, las ratas fueron sacrificadas mediante inhalación de CO2. Las regiones subcutáneas de interés se diseccionaron y fijaron en formalina al 10% durante 24 h para análisis histológicos. Se extrajo sangre para su análisis dos semanas después de la implantación (archivo adicional 1: Fig. S7).

Para la reparación de la rotura hepática en ratas, se asignaron aleatoriamente ratas hembra Sprague-Dawley (de 225 ga 250 g) (n = 30) al grupo de ACP (n = 15) y al grupo de sutura (n = 15). Subgrupos como: ACP D3 (n = 5), ACP W1 (n = 5), ACP W2 (n = 5), sutura D3 (n = 5), sutura W1 (n = 5) y sutura W2 (n = 5). ). Las ratas fueron anestesiadas mediante administración intraperitoneal de ketamina (80 mg/kg). Se eliminó el vello abdominal y las ratas se colocaron sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. El hígado fue expuesto mediante una incisión abdominal en la línea media. Los cirujanos utilizaron un punzón de biopsia (Miltex) para hacer una incisión de 4 mm de diámetro y 7 mm de profundidad en el hígado. Se aplicaron ACP (2 mg) en el orificio perforado y luego se presionaron suavemente durante 10 s para reparar la ruptura. Para el grupo de sutura, también se agregaron suturas interrumpidas (5-0 Prolene, Ethicon) para reparar la ruptura. Finalmente, se cerró el peritoneo con suturas continuas (4-0 Prolene, Ethicon) y el abdomen con suturas discontinuas (4-0 Prolene, Ethicon). Todos los experimentos se realizaron en un ambiente estéril. En la semana 2 del posoperatorio, las ratas fueron sacrificadas mediante inhalación de CO2 y se extrajo sangre para su análisis (archivo adicional 1: Fig. S8). Las regiones de interés de la reparación de la rotura hepática se diseccionaron y fijaron en formalina al 10% durante 24 h para análisis histológico.

Para la reconstrucción del tracto digestivo, como la anastomosis intestinal, se asignaron aleatoriamente conejos hembras de Nueva Zelanda (2000 ga 2500 g) (n = 30) al grupo de ACP (n = 15) y al grupo de sutura (n = 15). Subgrupos como: ACP D3 (n = 5), ACP W1 (n = 5), ACP W2 (n = 5), sutura D3 (n = 5), sutura W1 (n = 5) y sutura W2 (n = 5). ). Después de un ayuno de 24 h, los conejos se anestesiaron mediante administración intraperitoneal de ketamina (80 mg/kg). Quitamos el pelo abdominal de los conejos y los colocamos sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. Los intestinos delgados fueron expuestos a través de la incisión abdominal en la línea media. Con sus vasos marginales ligados, realizamos anastomosis intestinal de lado a lado con ACP. El área no quirúrgica se cubrió con una gasa para evitar contacto inesperado con los ACP. Los ACP se esparcieron cuidadosamente a los lados de los intestinos con un pequeño recolector de acero inoxidable. El intestino con ACP se unió a otra sección del intestino de la misma longitud y se mantuvo durante 10 s.

A través de una mini incisión al final de la anastomosis, diseccionamos el intestino conectivo 1 cm longitudinalmente y retiramos limpiamente el contenido del intestino. Después de retirar el contenido intestinal, limpiar la luz y desinfectar la miniincisión, se cerró invirtiendo las suturas sueltas (6-0 Prolene, Ethicon) para lograr una anastomosis intestinal de lado a lado. Se estableció un grupo de control positivo con anastomosis intestinal convencional de lado a lado mediante una incisión de los lados intestinales de 1 cm longitudinalmente e inversión de suturas interrumpidas (6-0 Prolene, Ethicon). Todos los experimentos se realizaron en un ambiente estéril. Después de 24 h, los conejos recibieron una dieta líquida y una dieta normal después de 48 h. En la semana 2 del posoperatorio, se extrajo sangre para su análisis (archivo adicional 1: Fig. S9) y luego se practicó la eutanasia a los conejos mediante inhalación de CO2. Las regiones de interés de los sitios de anastomosis se diseccionaron y fijaron en formalina al 10% durante 24 h para análisis histológicos.

La evaluación histológica ciega fue realizada por un patólogo del Departamento de Patología del Hospital Sir Run-Run Shaw de la Universidad de Zhejiang. Las imágenes representativas se proporcionaron en el estudio. Se examinó la histopatología de las secciones de hígado y de intestino con la puntuación de la inflamación (infiltración de linfocitos y neutrófilos) [41]. El grado de inflamación se demostró a continuación: 1) Grado 0, sin células inflamatorias; 2) Grado 1, <10 infiltración de células inflamatorias por campo de alto poder (HPF); 3) Grado 2, > 10 infiltración de células inflamatorias por HPF con ≤ 50% de la submucosa alrededor de la herida; 4) Grado 3, infiltración de células inflamatorias con> 50% de la submucosa alrededor de la herida (archivo adicional 1: Fig. S10).

Se utilizó GraphPad Prism 8 (GraphPad Software, Inc., La Jolla, CA) para realizar la significación estadística de todos los estudios de comparación en este artículo. En el análisis estadístico para la comparación entre múltiples muestras, se utilizó la prueba t de Student, mientras que se realizó un análisis de varianza unidireccional (ANOVA) seguido de la prueba de comparación múltiple de Tukey para la comparación entre múltiples grupos de datos. En el análisis estadístico entre dos grupos de datos, la significación estadística y los valores de P se determinan mediante la prueba t de Student. Se consideró significativo un valor de AP < 0,05.

Los ACP están diseñados para unir tejidos en cuatro etapas de la siguiente manera (Fig. 1). 1) Aplicación: Los ACP se muelen a un tamaño de micras para que puedan aplicarse y adaptarse a defectos de tejido a escala de micras para adaptarse a topografías de superficies confinadas e irregulares. Los ACP son pequeños pero resistentes al viento y se pueden aplicar a las superficies de los tejidos mediante espolvoreo, inmersión, etc. (Fig. 1a). 2) Agregación: las superficies de los tejidos suelen estar húmedas y con sangre. Los ACP están diseñados para ser porosos y absorber rápidamente la humedad restante del tejido. Después de la absorción, los ACP se hinchan formando partículas de hidrogel con propiedades pegajosas. Los hidrogeles consisten en redes de polímeros de ácido poliacrílico reticulado con quitosano que facilitan los enlaces de hidrógeno entre las partículas (Fig. 1b). Como resultado, los ACP se hinchan y se agregan en grupos de hidrogeles adhesivos. 3) Puente: La red polimérica del ácido poliacrílico tiene ricos grupos de ácido carboxílico. Pueden formar rápidamente enlaces de hidrógeno e interacciones electrostáticas con las superficies de los tejidos. Al adherirse de forma segura a ambos lados de la interfaz de los defectos tisulares, los grupos de hidrogel conectan estos tejidos. 4) Degradación: El quitosano, el agente reticulante de las redes poliméricas de hidrogel, se degrada cuando las enzimas escinden los enlaces glucósidos de su columna vertebral. A medida que el quitosano se degrada, la densidad del reticulante de la red polimérica disminuye y el hidrogel cambia de un sólido insoluble a una solución polimérica. Con la renovación del tejido, se produce la degradación. El tejido reconstruido sana gradualmente y se eliminan los ACP. Los cambios químicos y físicos de los ACP aplicados entre tejidos a lo largo del tiempo podrían dividirse en los 6 estados mencionados anteriormente, es decir, aplicación, hinchazón, agregación, formación de puentes, degradación y curación del tejido (Fig. 1c). Además, elegimos 4 etapas típicas (aplicación de partículas, hinchazón y agregación, puentes para la reconstrucción y degradación después de la curación) para ilustrar los cambios internos de los ACP (Fig. 1d).

Esquemas que ilustran el mecanismo de los ACP en los tejidos puente. a Los ACP son aplicables en las interfaces entre tejidos para establecer puentes. Los surcos profundos en espiga son topografías confinadas e irregulares representativas de tejidos gravemente lesionados y son difíciles de unir con adhesivos. b Los ACP contienen redes poliméricas de quitosano reticuladas con ácido poliacrílico. Forman grupos de hidrogel en las interfaces de los tejidos, que unen tejidos separados punto por punto con enlaces de hidrógeno e interacciones electrostáticas. c Los cambios de morfología de los ACP y la evolución de la curación de los tejidos mediante la aplicación de ACP. Después de aplicarse en las interfaces de los tejidos, los ACP se hinchan al absorber agua residual, se agregan en grupos de hidrogeles adhesivos, unen los tejidos con enlaces y se degradan cuando el tejido sana. d La evolución de la cadena polimérica y la formación de enlaces de ACP durante su aplicación, hinchazón/agregación, unión de tejidos y degradación. e Imágenes de microscopio electrónico de barrido de ACP en estado de preparación de pose, estado hinchado, estado agregado y estado puente. El estado de puente se captura después de que los ACP se utilizan para unir dos partes del intestino porcino. Partículas de criogel adhesivo ACP

Para crear este diseño, se fabricaron ACP de tamaño micro, porosos, adhesivos, biocompatibles y biodegradables. Se sintetizaron hidrogeles compuestos de redes de ácido poliacrílico reticulado con quitosano (archivo adicional 1: Fig. S11). El quitosano tiene ricos grupos amida y forma un enlace peptídico por condensación con grupos de ácido carboxílico en ácido acrílico. Se añadió EDC junto con N-hidroxisuccinimida (NHS) para acelerar la condensación. Una cadena de quitosano actúa como reticulante biodegradable de la red polimérica después de condensarse con más de un monómero de ácido acrílico. La condensación se validó por la presencia de unidades CN – C, que podrían detectarse mediante el espectro de transmisión FTIR (archivo adicional 1: Fig. S4). El hidrogel se curó mediante polimerización por radicales libres de ácido acrílico bajo luz ultravioleta. Luego, el hidrogel se purificó con solución salina para eliminar el monómero de ácido acrílico residual tóxico del ácido poliacrílico, que es biocompatible (archivo adicional 1: Fig. S5). El hidrogel resultante era adhesivo, suave (módulo elástico de 0,46 kPa) y muy flexible (capaz de estirarse hasta 59,3 pliegues) (archivo adicional 1: Fig. S12). El hidrogel adhesivo se liofilizó en criogel y se trituró en partículas (archivo adicional 1: Fig. S1). Los ACP resultantes tenían diámetros de ~ 10 μm y eran porosos (tamaño de poro ~ 1 μm). Durante el proceso de adhesión, la morfología de los ACP pasa por una serie de transformaciones en el procedimiento de hinchazón, agregación y formación de puentes. Después de la aplicación, los ACP porosos absorben la humedad y se hinchan; los ACP se transforman rápidamente en partículas de hidrogel no porosas. Luego, estas partículas de hidrogel se agregan entre sí y se convierten en un hidrogel voluminoso con canales. El hidrogel a granel se adhiere a las superficies del tejido y forma puentes en las interfaces tejido-tejido (Fig. 1e). Las propiedades mecánicas del hidrogel a granel estaban relacionadas con el contenido de agua (archivo adicional 1: Fig. S13).

Las técnicas de adhesión de los ACP se pueden resumir como unión punto por punto, donde muchos puntos forman superficies con topografías arbitrarias. Esta estrategia de adhesión ha sido ampliamente descubierta en la naturaleza (por ejemplo, las estrellas de mar se adhieren a los arrecifes rugosos usando sus numerosos pies tubulares y las hormigas tejedoras tejen hojas para formar nidos usando seda) y ha inspirado la integración de materiales blandos mediante resistentes islas puente, llamadas grapas moleculares. En esta estrategia, la adhesión es sólida una vez que los diámetros de los puntos de puente son más pequeños que la longitud de sensibilidad a fallas del adhesivo.

Se utilizó una prueba de pelado de 180 grados para evaluar el rendimiento de adhesión de los ACP. En esta prueba, se aplicaron ACP entre dos piezas del mismo material para lograr adhesión. La energía de adhesión, Γ, se calculó dividiendo el doble de la fuerza de pelado medida, F, por el ancho de la muestra, W (Fig. 2a). Primero, se evaluó la dosis de ACP. Se selecciona un hidrogel de poliacrilamida (PAAm) como material modelo para la medición, ya que es altamente accesible con características físicas estables que se asemejan a los tejidos blandos. La Figura 2b muestra que la energía de adhesión aumenta drásticamente con dosis bajas de ACP (menos de 8,6 mg/cm2), lo que indica que la cantidad de ACP era inadecuada para cubrir la superficie. Cuando la dosis de ACP superó los 8,6 mg/cm2, la energía de adhesión apenas cambió y se mantuvo constante en alrededor de 612,9 J/m2. Se evaluó el efecto de la degradación sobre el rendimiento de la adhesión. Los hidrogeles de PAAm se prepararon con agua desionizada, que no puede promover la degradación. Como resultado, los ACP permanecieron estables en las interfaces PAAm y la energía de adhesión se mantuvo después de que se aplicaron los ACP durante 3000 minutos. Por el contrario, la secreción del estómago y del intestino porcino puede contener varias enzimas para degradar los ACP. La energía de adhesión de esos tejidos por parte de los ACP disminuye a cero después de 1500 min (Fig. 2c). También detectamos la pérdida de peso de los ACP después de que se degradaron y se disolvieron en presencia de enzimas lisozima o tripsina (Fig. 2d). Las enzimas del estómago y el intestino son capaces de degradar rápidamente los ACP. Mientras que la energía de adhesión medida ex vivo solo representa la adhesión de los ACP, los tejidos sanan rápidamente in vivo. La tasa de degradación debe coincidir con la tasa de curación de los tejidos para que los ACP no retrasen la curación del tejido.

Rendimiento de adhesión interfacial de los ACP. una configuración de pelado de 180 grados para una prueba de energía de adhesión interfacial. b Energía de adhesión para hidrogeles unidos por diferentes dosis de ACP. Las pautas se trazaron mediante ajuste lineal. c Energías de adhesión en función del tiempo para hidrogeles (los ACP no se degradan) y trozos de estómago (los ACP se degradan) unidos por los ACP. d Biodegradación in vitro de ACP en PBS, PBS con lisozima y solución de pancreatina. e Energía de adhesión de varios tejidos unidos por ACP. Los valores de p se determinan mediante la prueba t de Student. f Durante las pruebas de pelado de 180 grados, los ACP alargan y unen los tejidos antes del crecimiento de la grieta interfacial. g Después de despegarse, las ACP permanecen en ambos lados de los tejidos, lo que indica que ha habido una falla de cohesión a través de las capas de ACP. Los valores en ce representan la media ± DE (las barras de error indican DE; n = 3–5 muestras independientes). Partículas de criogel adhesivo ACP, solución salina tamponada con fosfato PBS

Los ACP pueden unir varios tejidos, incluidos el corazón, el intestino, el hígado, los músculos y el estómago porcino. La dureza del tejido y su capacidad para formar enlaces con ACP cambian el rendimiento de la adhesión. Se aplicó la prueba de exfoliación de 180 grados a cada tejido de 3 a 5 veces con muestras independientes para adquirir la media y la desviación estándar. En consecuencia, la energía de adhesión interfacial varía para diferentes tejidos [(670,9 ± 50,1) J/m2 para el corazón, (607,6 ± 30,0) J/m2 para el intestino, (473,7 ± 37,0) J/m2 para el hígado, (186,1 ± 13,3) J/m2 para músculo y (579,3 ± 32,3) J/m2 para estómago] (Fig. 2e). Los ACP se hinchan y se agregan en grupos de hidrogeles adhesivos en las interfaces de los tejidos. Cuando las interfaces se abren mediante pelado, los grupos de hidrogel se alargan mucho antes de romperse. Esto es especialmente cierto en el caso de los corazones, que tienen la mayor energía de adhesión ya que los grupos de hidrogel se estiran enormemente al pelarlos (Fig. 2f). La conexión entre el alargamiento del grupo de hidrogel y la energía de adhesión se atribuye al mecanismo de endurecimiento del puente de grietas, y la deformación del grupo de hidrogel disipa la energía en la punta de la grieta. Las interacciones entre los ACP y el tejido fueron sólidas. La falla cohesiva demuestra que la fuerza de adhesión interfacial es mayor que la fuerza del hidrogel agregado (Fig. 2g).

Examinamos la biocompatibilidad de las ACP mediante cultivo celular in vitro e implantación subcutánea dorsal in vivo. Se midió la proliferación celular de LO2 y Caco-2 (Fig. 3a-c). El medio acondicionado con ACP no influyó en la proliferación celular en comparación con el medio de control (DMEM prístino). La viabilidad celular se mantuvo en un nivel alto de (98,8 ± 1,2) % para LO2 y (98,3 ± 1,6) % para Caco-2 después de ser cultivadas en medio acondicionado con ACP durante 72 h, que fue comparable al control. La viabilidad celular de LO2 y Caco-2 también fue comparable después de 24 o 48 h de exposición de las células a ACP o no (archivo adicional 1: Fig. S6). En particular, nuestro objetivo era explorar la viabilidad celular y la proliferación celular de LO2 y Caco-2 bajo ACP o Control, en lugar de comparar la cantidad de LO2 y Caco-2 bajo ACP. Dos semanas después de la implantación, se recogió sangre para su análisis. Los análisis de sangre de las células inflamatorias, incluidos los glóbulos blancos (WBC), los neutrófilos (NEU), los monocitos (MON) y los linfocitos (LYMPH), fueron comparables entre el grupo sano, el grupo de fibrina y el grupo de ACP, lo que indica la buena biocompatibilidad de los ACP ( Figura 4a).

Biocompatibilidad de ACP in vitro. a Absorbancia fluorescente de LO2 y Caco-2 cuando se cultivan en un medio de control y en un medio acondicionado con ACP. b Imágenes de microscopía confocal del ensayo vivo/muerto de LO2 (superior) y Caco-2 (inferior) en medio control y condicionado con ACP durante 3 días. c Viabilidad celular in vitro de LO2 (superior) y Caco-2 (inferior) en un ensayo de vivo/muerto después de un cultivo de 3 días. Partículas de criogel adhesivo ACP, células hepáticas normales humanas LO2, células epiteliales intestinales humanas Caco-2

Biocompatibilidad de ACP in vivo. a Datos representativos de análisis de sangre de ratas después del implante de ACP durante 2 semanas. Ser imágenes histológicas representativas de ACP después de que se plantan en el espacio subcutáneo dorsal durante 3 días (b), 1 semana (c) y 2 semanas (d). e Imágenes histológicas representativas de la posición de los geles de fibrina después de su colocación en el espacio subcutáneo dorsal durante 2 semanas (los geles de fibrina se caerían durante el proceso de tinción con H&E). Para cada imagen, se obtienen resultados similares en 4 experimentos independientes adicionales. Partículas de criogel adhesivo ACP, tejido de granulación GT (indica las áreas de inflamación), músculo esquelético SM

También investigamos el grado de inflamación y los cambios morfológicos de los ACP después de su implantación en modelos de ratas dorsales subcutáneas durante 2 semanas. Observamos los cambios morfológicos de las ACP con el tiempo en las imágenes histológicas, lo que demuestra la degradación de las ACP in vivo (Fig. 4b-d). La evaluación histológica indicó que la reacción inflamatoria desencadenada por los ACP fue leve y comparable a la causada por la fibrina, un producto comercial de adhesivo tisular (Fig. 4d, e). También observamos los cambios morfológicos de las ACP con el tiempo en las imágenes histológicas, lo que demuestra la degradación de las ACP in vivo (Fig. 4b-d). Recolectamos sangre de ratas sanas, así como de ratas a las que se les implantó fibrina o ACP durante 2 semanas. Los análisis de sangre de ratas fueron comparables entre los 3 grupos sin signos marcados de inflamación y toxicidad sistémica (archivo adicional 1: Fig. S10).

Los ACP se adaptan a cualquier topografía de superficie. Ilustramos la posible aplicabilidad de unir defectos confinados en órganos con parénquima y una sección discontinua en órganos cavernosos con un interior hueco. Los órganos parenquimatosos suelen sufrir daños en heridas graves, que siempre tienen topografías superficiales irregulares. Para demostrar esto, se utilizó una colección de corazón, hígado y riñones porcinos como modelos ex vivo, y un hígado de rata como modelo in vivo (Fig. 5a, b, archivo adicional 1: Fig. S14a, b). Para los modelos ex vivo, los tejidos se cortaron con un bisturí para provocar heridas en forma de surcos profundos en espiga (más de 10 mm de profundidad). El hígado fue separado en 3 pedazos para su posterior reconstrucción. Después de eliminar la sangre restante, se espolvorearon ACP en la herida profunda. Las reconstrucciones de los tejidos separados se completaron después de mantener las heridas durante 10 s. El hígado separado también se reconstruyó sumergiendo las interfaces en ACP y ensamblando las piezas. Las interfaces de tejido reconstruidas resistieron el pelado debido a la formación de puentes por parte de los ACP (archivo adicional 2). Dado que la rotura del hígado es el traumatismo más común del órgano parenquimatoso y requiere reparación del hígado en situaciones de emergencia. La aplicación de los defectos de pérdida de tejido de los ACP se verificó en un modelo de rata in vivo. Se cavaron agujeros cilíndricos (4 mm de diámetro y 7 mm de profundidad) como heridas en el hígado del modelo de rata. El tamaño de la herida es enorme teniendo en cuenta el diámetro del hígado de las ratas (que oscila entre 20 y 30 mm). Después de ocluir el flujo sanguíneo con unas pinzas hemostáticas y limpiar la sangre residual, se cerró la herida profunda con ACP. No se observó ninguna fuga en el sitio de la herida reparada después de que se reabasteció de sangre al hígado abriendo las pinzas (archivo adicional 3). Se realizaron cinco experimentos in vivo independientes y el modelo de rata expresó un comportamiento normal durante más de dos semanas después de las cirugías. Las imágenes histológicas adquiridas dos semanas después de la operación mostraron que las células hepáticas crecieron a lo largo de la interfaz con una inflamación comparable (archivo adicional 1: Fig. S10a, mientras que los ACP se degradaron parcialmente (Fig. 5c). Los análisis de sangre de los modelos de hígado fueron comparables entre los 3 grupos. sin signos marcados de inflamación y toxicidad sistémica (archivo adicional 1: Fig. S8).

Aplicaciones de ACP in vivo y ex vivo. a Un hígado porcino fue cortado en tres pedazos con una herida grave en forma de surcos profundos en espiga ex vivo. Después de unir las interfaces del tejido utilizando ACP, se reconstruyó el hígado. b Se introdujo una herida cilíndrica grave en el hígado de una rata in vivo. Después de unir la superficie interna de la lesión con ACP, la herida se cerró sin sangrar. c Imágenes histológicas representativas del hígado de rata, después de haber sido dañado y luego puenteado por ACP (izquierda) o reparado mediante sutura (derecha) durante dos semanas. d Anastomosis de lado a lado de un intestino grueso porcino utilizando ACP ex vivo. e Anastomosis de lado a lado de un intestino delgado de conejo utilizando ACP in vivo. f Imágenes histológicas representativas del intestino delgado del conejo, después de realizar una anastomosis de lado a lado utilizando ACP (izquierda) o sutura (derecha) durante dos semanas. Partículas de criogel adhesivo ACP

Los órganos cavernosos suelen resultar dañados por secciones transversales discontinuas. Esto se demostró en los modelos ex vivo del estómago porcino (archivo adicional 1: Fig. S14c, archivo adicional 4) e intestino grueso (Fig. 5d, archivo adicional 5), así como en el modelo in vivo del conejo pequeño. intestino (Fig. 5e, archivo adicional 1: Fig. S14d, archivo adicional 6, archivo adicional 7). En los modelos ex vivo, se perforó el estómago dejando una incisión en forma de espina de pescado y se cortó el intestino grueso en secciones anulares. Después de aplicar ACP a la superficie externa del estómago y alrededor de la incisión, las superficies con ACP se doblaron y juntaron. Posteriormente, la incisión se selló sin fugas, incluso cuando el estómago estaba lleno de agua. Los ACP se aplicaron a la superficie externa del intestino grueso girando el intestino hacia adentro y sumergiéndolo. El intestino grueso reconectado, con un diámetro de 30 mm, resistió una fuerza de extracción de 4,7 N antes de la ruptura (archivo adicional 1: Fig. S15). En comparación con la presión de estallido de 3,7 kPa del intestino bien suturado que filtró aire a través del orificio, los ACP unieron el intestino con una presión de resistencia de 7,8 kPa antes de que fallara la adhesión en la interfaz (archivo adicional 1: Fig. S16, archivo adicional 8 ). Como la rotura intestinal es el traumatismo de órganos cavernosos más común, requiere anastomosis intestinal para la reconstrucción del tracto digestivo. En el modelo de conejo in vivo, se realizó anastomosis intestinal con ACP (Fig. 5e). Durante la cirugía, utilizamos una gasa esterilizada para separar el área quirúrgica (archivo adicional 1: Fig. S17a), evitando el riesgo de adherencias abdominales. Mientras tanto, también verificamos la permeabilidad intestinal después de la anastomosis intestinal considerando el polvo residual intraluminal (archivo adicional 1: Fig. S17b). En la semana 2 del posoperatorio, no observamos adherencias abdominales ni obstrucción intestinal en el grupo de ACP (archivo adicional 1: Fig. S17c). Los conejos modelo expresaron un comportamiento normal 2 semanas después de la operación. La mucosa del intestino se reconstruyó y se unió en 2 semanas con una inflamación comparable (Fig. 5f y archivo adicional 1: Fig. S10b). En la operación, unir los intestinos mediante ACP tarda menos de 30 s, lo que es notablemente más rápido que la sutura, que tarda más de 10 min.

Se han desarrollado varios adhesivos tisulares, que van desde citotóxicos hasta biocompatibles y desde adhesión débil hasta adhesión fuerte. La mayoría de los adhesivos sólo son adecuados para el sellado de heridas y funciones hemostáticas, lo que resulta insuficiente para el tratamiento de lesiones graves como roturas de órganos y desgarros del sistema digestivo. Estas lesiones requieren unir distintos tejidos con fuertes adherencias entre tejidos, lo que presenta dificultades adicionales y hace que la mayoría de los adhesivos sean inútiles. En particular, se forman adherencias entre tejidos, lo que requiere que los adhesivos sean biodegradables; de lo contrario, quedarán incrustados en los tejidos en curación. Además, deben ser discontinuos para mantener la transferencia de masa y el crecimiento de tejido a través de la interfaz. Además, los tejidos separados suelen tener topografías superficiales irregulares y la capacidad de los adhesivos para adaptarse a interfaces confinadas e irregulares es significativa. Esta investigación tuvo como objetivo desarrollar adhesivos tisulares en forma de ACP. Los ACP se pueden obtener a partir de una preparación rápida, suave y económica. También es capaz de alcanzar defectos tisulares confinados e irregulares para su aplicación. Además de cumplir con los requisitos de biocompatibilidad y adhesión de los adhesivos tisulares, también cumplen con el criterio de unir tejidos distintos. Los ACP son biodegradables y permiten interfaces tisulares discontinuas. Además, la aplicación de los ACP es sencilla, lo que resulta ventajoso para una variedad de procedimientos quirúrgicos porque reduce el tiempo necesario para la reconstrucción del tejido. Comparamos el rendimiento de los ACP con adhesivos tisulares en informes recientes, incluida la cinta de hidrogel [24, 29], la pasta [37], el gel de fibrina, el pegamento quirúrgico curable con UV [42] y el pegamento de cianoacrilato, el parche gastrointestinal [43], el coacervado. hidrogel derivado [39], polvo adhesivo [36] (Tabla 1). Los ACP tienen alta energía de adhesión, rápida formación de adherencias, excelente biocompatibilidad, biodegradabilidad y adaptabilidad morfológica. Aunque requiere una distribución cuidadosa para evitar el contacto inesperado de los ACP con tejido irrelevante durante la aplicación de los ACP, todavía tiene una maniobrabilidad suficientemente buena en la práctica clínica.

En este estudio, se caracterizó la adhesión y el desempeño biológico de los ACP. Las energías de adhesión a diversos tejidos son considerables. Es una diferencia notable en la energía de adhesión entre diferentes sustratos de tejido. Esta adhesión dependiente del tejido también existe en informes recientes sobre una fuerte adhesión al tejido basada en hidrogeles resistentes. Por ejemplo, un hidrogel resistente de alginato y poliacrilamida mostró diferente energía de adhesión en varios tejidos (aproximadamente 900 J/m2 para la piel, aproximadamente 900 J/m2 para el cartílago, aproximadamente 600 J/m2 para el corazón, aproximadamente 600 J/m2 para la arteria y aproximadamente 200 J/m2 para el hígado) [44]. La cinta de hidrogel seco también mostró esta tendencia (más de 710 J/m2 para la piel, 580 J/m2 para el intestino delgado, 450 J/m2 para el estómago, 570 J/m2 para el músculo, 340 J/m2 para el corazón y 190 J/m2 para el estómago). m2 para hígado) [24]. La adhesión a base de polímero puente de quitosano también exhibe energía de adhesión relacionada con el tejido (aproximadamente 10 J/m2 para el hígado, aproximadamente 25 J/m2 para el corazón, aproximadamente 35 J/m2 para las arterias y aproximadamente 90 J/m2 para la piel) [27]. La dureza interfacial dependiente del tejido es un problema complejo junto con la bioquímica y la mecánica, que permanece en gran medida inexplorado. Sin embargo, existe una hipótesis general de que el rendimiento de la adhesión dependiente del tejido está relacionado con las propiedades mecánicas de los tejidos y sus interacciones interfaciales con los hidrogeles [45].

Los ACP también mostraron una excelente biocompatibilidad comparable a la de los geles de fibrina comerciales. La biodegradabilidad fue validada mediante la solución enzimática, la prueba de adhesión tisular y experimentos in vivo. Debido a su biodegradabilidad y biocompatibilidad, los ACP tienen una posible aplicación en la administración de fármacos y el tratamiento de heridas. Los ACP son bastante adecuados y tienen ventajas en entornos médicos donde los tejidos se lesionan gravemente o se disecan y tienen diversos defectos confinados e irregulares. Hemos demostrado la aplicación de los ACP para reparar algunos órganos gravemente lesionados y anastomosis intestinales. Aunque no definimos el modelo de enfermedad específico, el procedimiento quirúrgico de anastomosis intestinal de lado a lado es adecuado para enfermedades que requieren resección segmentaria para la reconstrucción intestinal, como tumores intestinales, enfermedad inflamatoria intestinal y perforación intestinal [46,47,48]. . Los ACP también pueden reparar otros órganos no estudiados e incluso tejido cartilaginoso. Los ACP se pueden utilizar en procedimientos quirúrgicos adicionales, incluida la discectomía lumbar y la restauración de ligamentos, así como la anastomosis gastrointestinal y pancreática. En las lesiones percutáneas, cuando el músculo y la piel están involucrados y las superficies de los tejidos son regulares, las cintas adhesivas y algunos productos hemostáticos comerciales podrían ser mejores opciones. Las lesiones del intestino son comunes durante tiempos de guerra, lo que exige procedimientos de diagnóstico y tratamiento de emergencia urgentes [49]. Los ACP ofrecen una solución favorable para el rescate en el campo de batalla y la atención prehospitalaria de lesiones intestinales, debido a su sencillo almacenamiento, alta portabilidad y facilidad de fabricación. Además, los médicos de primera línea pueden cerrar defectos del intestino en unos minutos utilizando ACP con una formación mínima.

El estudio tiene algunas limitaciones. En primer lugar, aunque observamos que la energía de adhesión varía para diferentes tejidos, el estudio actual simplemente mide la energía de adhesión a varios órganos porcinos; se deben medir rendimientos de adhesión adicionales a más tejidos para más aplicaciones. En segundo lugar, para los países ACP existentes, el ritmo de degradación no es modificable; sin embargo, existe un reticulante degradable alternativo y la tasa de degradación debe ajustarse intercambiando los reticulantes. En tercer lugar, todos los animales son seguidos durante sólo dos semanas después de los procedimientos relacionados con el ACP; Se requieren investigaciones adicionales a largo plazo para evaluaciones biológicas integrales. Cuarto, el exceso de ACP diseminado fuera del área del defecto por una manipulación imprudente puede provocar adherencias abdominales e incluso obstrucción intestinal en la práctica quirúrgica. Los ACP requieren métodos de control de dosis más precisos y la pulverización electrostática es un método potencialmente eficaz.

En conclusión, los ACP exhiben propiedades mecánicas superiores, biocompatibilidad con tejidos y adhesión a topografías de superficie arbitrarias. Los ACP proporcionan un posible método para unir tejidos en futuros procedimientos terapéuticos. El enfoque rápido de reparación de defectos tisulares confinados e irregulares mediante ACP puede proporcionar una base para estudios adicionales sobre estrategias de rescate en el campo de batalla.

Los conjuntos de datos utilizados durante el presente estudio están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

Ácido acrílico

acrilamida

Partículas adhesivas de criogel

Células epiteliales intestinales humanas.

Solución salina tamponada con fosfato de Dulbecco

Medio Eagle modificado de Dulbecco

1-etil-3-(3-dimetilaminopropil) carbodiimida

Espectroscopio infrarrojo por transformada de Fourier

Tejido de granulación

Campo de alta potencia

Cromatografía líquida de alta resolución

Células hepáticas normales humanas

linfocito

N, N'-metilenbisacrilamida

monocito

neutrófilo

N-hidroxisuccinimida

Microscopía electrónica de barrido

Músculo esquelético

Ultravioleta

leucocito

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Los autores agradecen al Prof. Zhen Gu, el Prof. Tao Xie y el Prof. Hao-Fei Zhou de la Universidad de Zhejiang por sus útiles consejos. Los autores agradecen al profesor Bao-Hua Ji y Guang-Song Xie por el soporte técnico del microscopio confocal.

Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (12102388, T2125009, 92048302), el Programa Nacional Clave de Investigación y Desarrollo de China 2017 (YFA0701100) y los Fondos de Investigación Fundamental para las Universidades Centrales (226-2022-00141, 2022QZJH52 ).

Yao-Ting Xue, Ming-Yu Chen y Jia-Sheng Cao contribuyeron igualmente a este trabajo.

Departamento de Ingeniería Mecánica, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310027, China

Yao-Ting Xue, Lei Wang, Si-Yang Li, Xin-Ge Li, Kai-Hang Zhang, Xu-Xu Yang, Tie-Feng Li y Wei Yang

Laboratorio clave de máquinas blandas y dispositivos inteligentes de la provincia de Zhejiang, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310027, China

Yao-Ting Xue, Lei Wang, Si-Yang Li, Xin-Ge Li, Kai-Hang Zhang, Shu-Qiang Hao, Xu-Xu Yang, Tie-Feng Li y Wei Yang

Centro de Mecánica X, Departamento de Ingeniería Mecánica, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310027, China

Yao-Ting Xue, Lei Wang, Si-Yang Li, Xin-Ge Li, Kai-Hang Zhang, Tuck-Whye Wong, Xu-Xu Yang, Tie-Feng Li y Wei Yang

Departamento de Cirugía General, Hospital Sir Run-Run Shaw, Universidad de Zhejiang, Hangzhou, 310016, China

Ming-Yu Chen, Jia-Sheng Cao, Jia-Hao Hu, Ji-Liang Shen, Sarun Juengpanich y Xiu-Jun Cai

Materiales inteligentes blandos Co., Ltd, Suzhou, 215123, China

Si-Bo Cheng

Escuela de Ingeniería Biomédica y Ciencias de la Salud y Centro de Investigación de Tecnología Avanzada de Membranas, Universiti Teknologi Malaysia, 81310, Skudai, Malasia

Tuck Whye Wong

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XXY, TFL e YTX contribuyeron a la concepción del estudio. YTX y XXY inventaron los materiales y el método para las partículas adhesivas de criogel. YTX, XXY, SYL, SQH y LW realizaron las pruebas y análisis mecánicos. JSC, MYC, JHH, JLS y SJ diseñaron y realizaron experimentos in vitro, ex vivo y estudios in vivo en ratas. MYC, JSC y JLS diseñaron y realizaron estudios in vivo con conejos. YTX, KHZ, SBC y XGL ayudaron a visualizar los datos. XXY, YTX, JSC y MYC escribieron el manuscrito original, y XJC, TFL, WY y TWW revisaron y editaron el manuscrito. YXX, TFL, MYC, XJC y WY supervisaron el proyecto. Todos los autores leyeron y aprobaron el manuscrito final.

Correspondencia a Xu-Xu Yang.

Todos los estudios en animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Uso y Cuidado de Animales de la Universidad de Zhejiang (#ZJU20220181) y los cuidados postoperatorios fueron supervisados ​​por el personal del Centro Experimental con Animales del Hospital Sir Run-Run Shaw de la Universidad de Zhejiang.

No aplica.

Los autores declaran que no tienen intereses en competencia.

: Figura S1. Elaboración de ACP. Figura S2. Prueba de energía de adhesión de varios tejidos unidos por ACP. Figura S3. Imágenes de microscopio electrónico de barrido de interfaces de adhesión por ACP. Figura S4. M Transmisión Espectro FTIR de ACP. Figura S5. Cuantificación del monómero residual en ACP mediante HPLC Fig. S6. Imágenes de microscopía confocal del ensayo vivo/muerto de LO2 y Caco-2. Figura S7. Resultado del análisis de sangre de las ratas 2 semanas después de la implantación subcutánea dorsal. Figura S8. Los resultados de los análisis de sangre de ratas después de cirugías hepáticas durante 2 semanas. Figura S9. Los resultados del análisis de sangre de conejos después de una anastomosis intestinal durante 2 semanas. Figura S10. Evaluación histológica del intestino delgado de conejo y del hígado de rata in vivo. Figura S11. Formación y degradación de la red polimérica de ACP. Figura S12. Propiedad mecánica del hidrogel de PAAc reticulado con quitosano. Figura S13. Propiedades mecánicas de hidrogeles mediante la agregación de ACP en agua. Figura S14. Demostración ex vivo de las aplicaciones de los ACP. Figura S15. Ensayo de tracción del intestino grueso porcino reconstruido mediante sutura y ACP. Figura S16. Presión de estallido del intestino grueso porcino reconstruido mediante sutura y ACP. Figura S17. Prevención de adherencias abdominales para anastomosis intestinales de lado a lado con ACP para un modelo de conejo in vivo.

Archivo adicional 2: Reparación del hígado porcino dañado por ACP ex vivo.

Archivo adicional 3: Los ACP unen un hígado de rata sangrante in vivo.

Archivo adicional 4: Reparación de un estómago porcino perforado por ACP ex vivo.

Archivo adicional 5: Reparación de un intestino porcino cortado por ACP ex vivo.

Archivo adicional 6: Anastomosis intestinal de lado a lado mediante ACP in vivo.

Archivo adicional 7: Anastomosis intestinal de extremo a extremo mediante ACP in vivo.

Archivo adicional 8: Presión de estallido del intestino porcino puenteado por ACP y sutura.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/. La exención de dedicación de dominio público de Creative Commons (http://creativecommons.org/publicdomain/zero/1.0/) se aplica a los datos disponibles en este artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito a los datos.

Reimpresiones y permisos

Xue, YT., Chen, MY., Cao, JS. et al. Partículas de criogel adhesivas para unir defectos tisulares confinados e irregulares. Military Med Res 10, 15 (2023). https://doi.org/10.1186/s40779-023-00451-1

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Recibido: 06 de octubre de 2022

Aceptado: 05 de marzo de 2023

Publicado: 23 de marzo de 2023

DOI: https://doi.org/10.1186/s40779-023-00451-1

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